viernes, 29 de noviembre de 2019

PRÁCTICA 8: DETERMINACIÓN DEL FENOTIPO MÁS PROBABLE DEL GRUPO Rh

29.11.19

OBJETIVO

Investigar el genotipo más probable del sistema Rh enfrentando los hematíes problema a distintos sueros que contienen Ac dirigidos contra los Ag que componen el sistema Rh.

FUNDAMENTO

El grupo Rh está determinado por muchos Ags de las cuales hay 5 importantes que son C, D, E, c, e pero hay entre 45 o 65 más. El Rh positivo o negativo se determina por la presencia del Ag D o por la ausencia, respectivamente.

Material necesario:

  • Tubos de ensayo y tapones
  • Centrífuga
  • Pipeta pasteur 
  • Gradilla
  • Visualizador

Reactivos:
  • Anti-D
  • Anti-E
  • Anti-C
  • Anti-e
  • Anti-c
  • Kell

Muestra:
  • Suspensión de hematíes lavados al 5% en SF.

PROCEDIMIENTO

Ya teníamos nuestra sangre artificial a la cual le realizamos una dilución al 5%
Seguidamente rotulamos los tubos adecuadamente
Seguidamente depositamos 2 o 3 gotas de antisuero correspondiente en cada tubo y luego 2 o 3 gotas de sangre en cada tubo. 
Se realizó con dos muestras por lo que tenemos dos gradillas con 6 tubos cada una a los cuales le echamos los Ac y sangre en cada uno de ellos.
Tapamos con los tapones y agitamos suavemente.
Acto seguido centrifugamos 1 minuto a 1000 rpm
Tras acabar resuspendimos el sedimento de hematíes dando pequeños golpes en el fondo del tubo
Y ya visualizamos en el visualizador si había aglutinación.
Comprobamos que lo realizamos correctamente comparandolo con el tubo de nuestra sangre (sabiamos previamente los Ag Rh por lo que supimos si esta bien o no).









Si el tubo está aglutinado quiere decir que existe la presencia de ese Ag, y si no lo está es la ausencia de ese Ag, la muestra 1 nos dio los siguientes resultados:

D   C   E   c   e   K
 -    +    -   +   -    -

La muestra 2 lo siguiente:

D   C   E   c   e   K
+    +   +   +   +   -

OBSERVACIONES

Se suele utilizar un control, pero no disponíamos de él para la realización de la practica.

ESQUEMA DEL PROCESO:





sábado, 23 de noviembre de 2019

PRÁCTICA 7: DETERMINACIÓN DEL GRUPO SANGUÍNEO EN PORTA, TUBO Y TARJETA

22.11.19

OBJETIVO

Con esta práctica vamos a aprender a realizar una correcta determinación del grupo sanguíneo ABO como el Rh.

FUNDAMENTO

En el grupo ABO los genes A y B son codominantes entre sí y dominantes sobre el O. El factor Rh es positivo si contiene el Ag D.
La tipificación de la sangre respecto al sistema ABO es la más importante, debido a graves consecuencias que puede tener un error en su realización en caso de transfusiones.
Las técnicas se basan en reacciones de aglutinación, consiste en el agrupamiento de una suspensión de partículas que se debe a la reacción entre un Ag presente en las partículas (aglutinógeno) y un Ac específico de él (aglutinina).

Material necesario:
  • Lanceta
  • Tarjeta (porta)
  • Gradilla
  • Tubos de ensayo
  • Algodón y alcohol 70º
  • Centrífuga






Reactivos:
  • Anti-A
  • Anti-B
  • Anti- AB
  • Anti-D
  • Control +
  • Hematies



PROCEDIMIENTO:
  •  Determinación en porta
Para ello preparamos primero los reactivos y el porta. Seguidamente cogemos una lanceta, previa desinfección del dedo con alcohol de 70º y realizamos la punción.
Llenamos un capilar con sangre.
Seguidamente echamos una gota de sangre en cada cuadro del porta.
Luego echamos una gota de anti-A en el primer cuadrado, luego otra gota de anti-B en el segundo, una gota de anti - AB en el tercero, y una gota de anti-D en el cuarto, por último depositamos una gota de control en el ultimo cuadrado (este nos sirve de guía para comparar un resultado positivo).

Tras ello mezclamos la suspensión haciendo círculos con punta de pipeta, sin mezclar, es decir cuando acabamos con una lo desechamos y cogemos otra punta para el siguiente cuadrado.
Esperamos un poco para la lectura de los resultados:

Mi resultado fue 0+ (la muestra era de mi propia sangre)


Depositando anti - AB


Depositando sangre
Mezclando sangre con reactivo

Resultado 0+


  • Determinación en tubo
Preparamos la gradilla con 6 tubos, ya que uno de ellos es para hacer la solución.
Primero echamos en un tubo de ensayo 0.5 mL de sangre y añadimos SSF hasta enrasar y tapamos con parafilm (esto es muy importante ya que si lo hacemos con tapones chocaran unos con otros produciéndose la rotura de alguno en la centrífuga).
Pusimos los tubos en la centrífuga a 2500 rpm durante 5 minutos.
Tras ello quitamos el sobrenadante, llenamos con solución salina y volvemos a centrifugar, quitamos de nuevo sobrenadante, y así otra vez más.
Seguidamente cogemos 0.1 mL de sangre y añadimos 1,9 mL de SSF, esta será nuestra muestra diluida y lavada.
Seguidamente cogemos los 5 tubos y los rotulamos correctamente
Añadimos una gota de suero que corresponda a cada tubo y añadimos 3 o 4 gotas de sangre
Leemos resultados.






Quitando sobrenadante


Añadiendo gotas de suero

No aglutina





LECTURA DE RESULTADOS:

Como pudimos observar no aglutinó en ninguno, pero es que esta muestra corresponde a una compañera de clase que tiene grupo sanguíneo 0 - por lo que no debe aglutinar nada.


OBSERVACIONES:

Es importante poner los tubos correctamente en la centrífuga por que podría atascarse y originar accidentes, como nos ocurrió en clase, por lo que tuvimos que empezar de nuevo tras el incidente.


25.11.19
  • Determinación del grupo sanguíneo en tarjeta.
Lo primero que vamos a realizamos fue identificar la tarjeta ID_Card con el nombre de la compañera a la que se lo realizamos.

Luego, como disponíamos de sangre venosa diluida al 1/20, colocamos un poco de esa sangre en un tubo de ensayo y el resto lo pusimos a centrifugar a 2500 rpm 8 minutos para que se separe y obtener el plasma.

Pero tras 3 intentos vimos que no se separaba del todo, es más parecía que estaba hemolizado, aun asi lo anotamos esta incidencia y continuamos con la prueba.

Tras esto retiramos la lámina de sellado y fuimos dispensando lo correspondiente y tapando acto seguido. 
Para ello procedimos de la siguiente forma:

En los tubos correspondientes al grupo sérico dispensamos con una micropipeta 50 µL en cada uno de plasma. y en el microtubo 6 pusimos 50 µL de hematíes A1 y en el tubo 5 echamos 50 µL de hematíes B.

Luego echamos en los 4 primeros microtubos 10µL de sangre total.

Acto seguido lo tapamos bien con parafilm y pusimos la tarjeta en una centrífuga especial para ello llamada Diacell.

Estuvo centrifugando 10 minutos, ya viene preparada para ello

Muestra de sangre

Tarjeta que usamos

Hematíes a emplear



Agregando hematíes

Centrífuga Diacell


LECTURA DE RESULTADOS:

Como pudimos comprobar no se observó aglutinación en el A ni en el B del grupo hemático pero si en el D porque nuestra compañera es 0+, además el grupo sérico si aglutinó en los dos porque ella en su suero tiene Ac - anti A y Ac - anti B por lo que es lógico que aglutine en los dos. El control en este caso debe salir negativo.



OBSERVACIONES

Hay que alejarse de la centrífuga Diacell cuando está en funcionamiento porque detecta muchas vibraciones e interrumpe su programa.

ESQUEMA DEL PROCESO




sábado, 19 de octubre de 2019

PRÁCTICA 6: TINCIÓN DE WRIGHT

18.10.19

OBJETIVO

Aprender dicha técnica y tinción ya que se utiliza para la tinción de células sanguíneas y de médula ósea.


FUNDAMENTO


Los colorantes tipo Romanowsky están formados por Azul de Metileno y sus derivados oxidados, colorantes básicos, y el colorante ácido Eosina.  



Los colorantes básicos se unen a los componentes ácidos de las células, ácidos nucleicos, gránulos en neutrófilos y proteínas ácidas que se tiñen de un color rojo púrpura mas o menos intenso.
La eosina se une a la hemoglobina, componentes básicos de las estructuras celulares y los gránulos de los eosinófilos.
El balance entre el azul de metileno y sus derivados oxidados  y entre estos y la Eosina, proporciona una tonalidad más o menos azul y una mayor o menor intensidad en la coloración, que son característicos de cada tipo de colorante Giemsa, May-Grünwald o Wright.

Material necesario:

  • Pipeta Pasteur
  • Paralelas
  • Cubeta de tinción
  • Microscopio

Reactivos:

  •  Colorante Wright (compuesto de Eosina-azul de metileno)   
Muestra:
  • Extensión de sangre que previamente realizamos en la práctica anterior


PROCEDIMIENTO:

La extensión, previamente hecha, secada al aire y sin fijar, se pone sobre unas paralelas y se cubre totalmente con 1 mL de colorante con ayuda de una pipeta Pasteur. Se deja actuar durante 5 min.
Posteriormente, se añade, gota a gota, 1 mL de solución salina soplando ligeramente con la pipeta para conseguir una mezcla homogénea.
Después se deja 5 minutos y se vierte el colorante, se lava con solución salina y se deja secar al aire.






OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA

100 x, Zona del cuerpo.



ESQUEMA DEL PROCESO




PRÁCTICA 5: TINCIÓN DE MAY-GRÜNWALD GIEMSA

18.10.19

FUNDAMENTO

Los colorantes tipo Romanowsky están formados por Azul de Metileno y sus derivados oxidados, colorantes básicos, y el colorante ácido Eosina.

Los colorantes básicos se unen a los componentes ácidos de las células, ácidos nucleicos, gránulos en basófilos y proteínas ácidas que se tiñen de un color rojo púrpura más o menos intenso.

La Eosina se une a la hemoglobina, a los componentes básicos de las estructuras celulares y a los gránulos de los eosinófilos.

El balance entre el azul de metileno y sus derivados oxidados como la Eosina, proporciona una tonalidad más o menos azul y una mayor o menor intensidad en la coloración, que son característicos de cada tipo de colorante Giemsa, May-Grünwald o Wright.

Se utiliza para la tinción de células sanguíneas y de médula ósea, aunque algunos autores utilizan la coloración compuesta de May-Grúnwald Giemsa para la tinción de parásitos en sangre.

Material necesario:
  •  Probeta
  •  Pipeta pasteur
  • Pipeta de 10 mL
  • Paralelas
  • Cubeta de tinción
  •  Microscopio
Reactivos:
  • May- Grünwald (compuesto por eosina y azul de metileno en metanol).
  • Giemsa (diluido 1/10)
Muestra:
  • Extensión de sangre que previamente realizamos en la práctica anterior


PROCEDIMIENTO:

1. Dilución del giemsa

Nuestro grupo realizó la dilución del giemsa al 1/10, para ello lo que hicimos fue echar hasta cerca de la línea de enrase de la probeta solución salina, y cuando quedó poco enrasamos con ayuda de una pipeta Pasteur, colocándonos con la línea de enrase a la altura de los ojos.

Tras ello cogemos una pipeta de 10 mL y cogemos 10 mL de giemsa y lo vertimos en la probeta, homogeneizando después.
Luego lo guardamos en un frasco con gotero.






2. Tinción

La extensión, previamente hecha, se puso sobre unas paralelas y se cubre con 2 mL aproximadamente de May-Grünwald y se deja durante 3 minutos.

Luego vertimos el colorante inclinando el portaobjetos y seguidamente, sin lavar los cubrimos con el Giemsa diluido que acababamos de preparar.

Lo dejamos durante 15 minutos y lo lavamos con solución salina, dejándolo secar al aire 



OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA


100x se observan neutrófilos y linfocitos


ESQUEMA DEL PROCESO:







PRÁCTICA 21: TBIC

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